سه ابزار متفاوت برای سودمندتر کردن USB Drive ها

همیشه در مورد حفاظت اطلاعات در مقابل دزدی ها و سوء استفاده ها بحث هایی بوده است و اهمیت آن ها بر همگان آشکار است. پنهان کردن و رمز دار کردن درست اطلاعات، یکی از بهترین روش ها برای جلوگیری از این خراب کاری های است. برنامه USB Safeguard یکی از بهترین ها در این زمینه است. سیستم رمز گذاری این برنامه بر طبق سیستم AES 256 می باشد که امنیت اطلاعات شما را تضمین می کند. تنها کاری که برای نصب این برنامه بر روی فلش مموری خود دارید، این است که فایل قابل اجرا را از سایت اصلی برنامه، دریافت کنید و آن را بر روی USB Drive کپی کرده و رمز عبور خود را تعریف نمایید. نکته قابل ذکر در این جا این است که باید به یاد داشته باشید که مقدار کمی از فضای فلش مموری خود را برای فایل های اصلی خود برنامه باید اختصاص دهید و آن ها را هیچ گاه حذف نکنید. عکس از makeuseof.com   برنامه این اختیار را به شما می دهد که به جای رمزگذاری تمام فایل های فلش مموری، تنها فایل ها و محتوای دلخواه خود را رمز گذاری کنید. همچنین می توانید رمز عبور را در یک فایل جداگانه ذخیره کنید تا در زمان فراموشی رمز، از آن استفاده کنید. به خاطر داشته باشید که در صورت فراموشی رمز عبور، اطلاعات به هیچ وجه قابل بازیابی نیست! پس از رمز گذاری فایل ها، برنامه به شما اجازه می دهد تا در صورت تمایل، فایل های اصلی و رمزگذاری نشده خام را در جای دیگر کپی و یا به اشتراک بگذارید. عکس از makeuseof.com USB Agent این برنامه جالب کاربر را قارد می سازد تا برنامه های دلخواه را پس از اتصال فلش مموری به رایانه، باز نماید و یا Batch file های از پیش تعریف شده را اجرا کند. به طور مثال می توانید تعیین کنید که پس از اتصال، مرورگر اینترنت باز شود و به سایت های مختلف بروید. قابلیت برتر این برنامه این است که می توانید یک یا چند batch file را اجرا نمایید. همان طور که می دانید این نوع فایل ها، قدرت بسیار زیادی دارند و می توان کارهایی عجیب توسط آن ها انجام داد.   عکس از makeuseof.com این برنامه به کمی تنظیمات احتیاج دارد و لازم است که شما فایلی با نام “usbagent.inf” شامل محتویات زیر ایجاد کنید: [usb agent]ON = OFF = برنامه هایی که در جلوی آن ها گزینه ON قرار دارد به هنگام اتصال، اجرا می شوند و گزینه OFF برنامه های انتخابی در جلوی آن را به هنگام قطع فلش مموری، می بندد. اطلاعات بیشتر را می توانید از سایت های زیر دریافت کنید.   http://www.withopf.com/tools/usbagent/http://translate.google.co.in/translate?hl=en&sl=de&u=http://www.withopf.com/tools/usbagent/     USB Dumper این برنامه در نوع خود بسیار جالب است و به شما کمک می کند تا به هنگام اتصال فلش مموری به رایانه، محتویات موجود در فلش مموری را در رایانه کپی کند و به نوعی از آن ها پشتیبان تهیه کند. فقط USB Drive را به رایانه متصل کنید و USB Dumper به طور اتوماتیک فایل های موجود در USB Drive را در دایرکتوری معین شده کپی می کند. لازم به ذکر است که پشتیبان ایجاد شده توسط این برنامه در پوشه ای که تاریخ آن روز، به عنوان اسم انتخاب شده است، کپی می شود.   عکس از makeuseof.com نکته جالبی که در ادمه باید به آن اشاره کنیم این است که از این برنامه تنها برای تهیه پشتیبان استفاده نمی شود. از این برنامه برای کپی اطلاعات از فلش مموری بر روی سیستم بدون آگاهی کاربر نیز می توان استفاده کرد. ممکن است آنتی ویروس موجود بر روی سیستم، این برنامه را Block کند و یا بدافزار شناسایی کند اما از این برنامه همان طور که گفته شد می توان در راه مثبت استفاده کرد (توصیه می کنیم که در راه مثبت از این برنامه استفاده کنید).

Abstract

AbstractA semi-automated method for amino acid derivatization and analysis has been validated for use in analysis of protein biopharmaceuticals. The method includes protein hydrolysis, o-phthalaldehyde derivatization, and reversed-phase high-performance liquid chromatography analysis in a general-purpose UV-visible high-performance liquid chromatography system. Amino-acid derivatization is performed automatically by the high-performance liquid chromatography autosampler right before injection. The required validation parameters, i.e., specificity, linearity, accuracy, precision, limit of detection, and limit of quantification, were studied for bovine serum albumin and for a recombinant human Fab fragment. The method can be employed as an absolute quantification method for determination of extinction coefficients of recombinant proteins.Keywords: Amino acid analysis, OPA-derivatization, reverse-phase HPLC, validation Amino-acid analysis has a long history in the characterization of protein-based products, since it provides information on the product concentration without referring to an external protein standard and it is independent from the shape and the charge of the protein. In addition, the determined amino-acid composition can confirm sample identity and gives a measure of sample purity. Furthermore, when combined with absorbance measurements, it allows the determination of extinction coefficients under various conditions.1 For protein conjugates, where the synthetic counterpart modifies the protein absorption properties, amino-acid analysis may be required as the only reliable quantification method.However, in spite of these features, few laboratories can perform such analysis in a reliable and quantitative way, due to the need for specialized equipment and skills. Usually, techniques based on ion-exchange separation coupled with post-column derivatization (e.g., with nin-hydrin, the “classical” method) are considered more precise1 than those based on pre-column derivatization and reversed-phase high-performance liquid chromatography (RP-HPLC), because the latter techniques imply extensive sample manipulation before analysis and are affected by the limited stability of the preformed derivatives.2 However, such RP-HPLC-based methods have the advantage of being accessible to most analytical laboratories, since they do not require expensive dedicated instruments. In addition, manufacturing of dedicated instruments is being halted, making the availability of validated pre-column methods even more important.In this paper, we describe the validation of a method that takes advantage of robotic sample derivatization, thereby limiting considerably the manual manipulation of samples. Another advantage of automation is that derivatization is performed just before the injection; therefore, the time from reaction to injection is kept absolutely constant for all samples, thus avoiding differential degradation of labile derivatives. We have studied the performance characteristics in terms of specificity, linearity, accuracy, precision, limit of detection, and limit of quantification for bovine serum albumin (BSA) and for a recombinant human Fab (rFab) fragment, whose extinction coefficient needs to be determined.Protein samples were hydrolyzed, then automatically derivatized with o-phthalaldehyde (OPA) and in-line analyzed by RP-HPLC with ultraviolet-visible (UV-Vis) detection, according to a method published in an Agilent application note.3.MATERIALS AND METHODSReagents, Solvents, and MaterialsSodium phosphate monobasic monohydrate, sodium hydroxide, boric acid, acetonitrile (LC grade), and methanol (LC grade) were obtained from Merck KGaA (Darmstadt, Germany). OPA reagent was prepared as described (Agilent art. 5061-3335, Palo Alto, CA). Borate buffer was prepared by adjusting 0.4 N boric acid to pH 10.2 with NaOH. Constant-boiling HCl was obtained from Sigma-Aldrich (St. Louis, MO). Chromatographic-grade water was produced by a Milli-Q system (Millipore, Billerica, MA)Disposable glass test tubes (50 × 6 mm) and hydrolysis reaction vials (25 × 120 mm) with Mininert valves were from Kimble Glass, Inc., and Kontes Glass Co. (Vineland, NJ). Amber wide-opening vials, glass conical inserts with polymer feet, and screw caps were from Agilent.Albumin standard solution (2 mg/mL) was supplied by Pierce Biotechnology (Rockford, IL), while amino acid standard mixtures at the concentration of 1 nmol/μL and 250 pmol/μL were from Agilent. The internal standard l-norvaline was obtained from Sigma-Aldrich. A recombinant Fab fragment (rFab) was obtained from the research laboratories of Bracco Imaging (Milan, Italy).Amino Acid Standard SolutionsAmino acid standard samples were prepared by mixing 95 μL of the 250 pmol/μL amino acid standard mixture with 5 μL of 10 mM norvaline and analyzed directly by RP-HPLC, within 24 h from preparation. Solutions for linearity study were prepared in duplicate by diluting the 1 nmol/μL amino acid standard solution, and contained 20, 50, 130, 250, or 500 pmol/μL of amino acid standard mixture together with 0.5 mM norvaline.Protein SamplesGlass test tubes (50 × 6 mm) were marked with incisions and soaked in a detergent solution for at least 12 h. They were rinsed thoroughly in Milli-Q water and dried in an oven at 80°C. Protein samples (7–75 μg) were transferred into the glass test tubes and spiked with 0.5 mM norvaline. They were quickly spun in a low-velocity centrifuge, then frozen and dried in a lyophilizer. Samples were then transferred into the reaction vial containing 0.5 mL of constant-boiling HCl on the bottom. Up to 12 test tubes could be accommodated in a reaction vial. The reaction vial was tightly closed and transferred into a pre-heated oven at 110°C for 18 h. The reaction vial was cooled at room temperature, then carefully opened under an aspirated hood. The test tubes were centrifuged and dried again in the lyophilizer to remove any liquid traces (condensed vapors). The dried residues were dissolved in 100 μL of 0.1 N HCl and transferred into the HPLC glass insert vials.InstrumentationAnalyses were performed using an Agilent 1100 Liquid Chromatograph, equipped with a binary pump delivery system (G1312A), robotic autosampler (G1313A), column thermostat (G1316A) and multi-wavelength detector (G1365A).Analytical ProcedureChromatography conditions were in accordance with the Agilent method.2 Briefly, the hydrolyzed samples and the norvaline-spiked amino acid standard solutions were automatically derivatized with OPA by programming the robotic autosampler (Table 1). After derivatization, an amount equivalent to 2.5 μL of each sample was injected on a Zorbax Eclipse-AAA column, 5 μm, 150 × 4.6 mm (Agilent), at 40°C, with detection at λ = 338 nm. Mobile phase A was 40 mM NaH2PO4, adjusted to pH 7.8 with NaOH, while mobile phase B was acetonitrile/methanol/ water (45/45/10 v/v/v). The separation was obtained at a flow rate of 2 mL/min with a gradient program that allowed for 1.9 min at 0% B followed by a 16.3-min step that raised eluent B to 53%. Then washing at 100% B and equilibration at 0% B was performed in a total analysis time of 26 min.TABLE 1Autosampler Programming InstructionsRESULTS AND DISCUSSIONAcid hydrolysis is a crucial step that considerably influences amino-acid recovery. In fact, during acid hydrolysis, tryptophan and cysteine are destroyed and serine and threonine are also partially lost, while methionine can undergo oxidation. Moreover, some amino acids such as glycine and serine are common contaminants; therefore, their quantification needs careful subtraction of average responses in blank runs, which, in the case of glycine, is also complicated by the fact that this residue is known to give rise to multiple derivatives after OPA reaction.2 Therefore, the validation parameters were estimated using the following seven best-recovered amino acids: Asx (Asn+Asp), Glx (Glu+Gln), Arg, Ala, Phe, Leu, and Lys.4In order to fully assess the method’s performance, both a standard amino acid mixture and a reference protein (e.g., BSA) should be assayed along with the product. The standard amino acid mixture (Figure 1​1)) enables the verification of the HPLC method’s performance, including derivatization, while the reference protein samples(Figure 2​2)) assess the completeness of the hydrolysis step. In addition, L-norvaline, which is added as the internal standard, provides a control for sample-to-sample variability.FIGURE 1Example of a standard amino acid mixture analysis at a concentration of 250 pmol/μl.FIGURE 2Example of a protein hydrolysate analysis for one of the 35-μg BsA samples.SpecificitySpecificity was documented by comparing retention times obtained in the standard amino acid mixture (five samples) with those obtained from the reference protein samples (three samples). Results are reported in Table 2. The minimal difference between retention times (

ANALYSIS OF FATTY ACIDS BY HIGH-PERFORMANCE LIQUID CHROMATOGRAPHY

ANALYSIS OF FATTY ACIDS BY HIGH-PERFORMANCE LIQUID CHROMATOGRAPHY Abstract: Although gas chromatography is the dominant technique for fatty acid analysis, high-performance liquid chromatography has an important role to play in applications such as the handling of less usual samples, avoidance of degradation of heat-sensitive functional groups, and for micro-preparative purposes. Several approaches for development of improved methods are suggested, especially for reversed-phase applications. There can be little doubt that gas chromatography (GC) is the only technique that need be considered for routine analysis of most fatty acid samples. The flame-ionization detector is robust and has an enormous dynamic range, so accurate quantification is rarely a problem. Therefore, is there any place for high-performance liquid chromatography (HPLC) for the analysis of fatty acids? The answer is an undoubted yes, perhaps not for mainstream samples but certainly for the less usual. A major advantage can be that HPLC operates at ambient temperature so there is relatively little risk to sensitive functional groups. It should also be remembered that HPLC is not merely an analytical technique, but can be used equally easily for micro-preparative purposes. For example, it is easy to collect fractions for analysis by other techniques such as by chemical degradation or by mass spectrometry (MS) [1] or nuclear magnetic resonance spectroscopy [2]. Indeed, direct analysis by HPLC-MS with electrospray ionization may offer an advantage in terms of sensitivityTHE EVAPORATIVE LIGHT-SCATTERING DETECTOR FOR HIGH-PERFORMANCE LIQUID CHROMATOGRAPHY OF LIPIDS Abstract: Evaporative light-scattering detectors have many benefits for lipid analysis and a number of commercial instruments are now available. Analysts should not let the need for careful calibration deter them. Lipid analysts were initially slow to come to terms with the potential of high-performance liquid chromatography (HPLC), largely because of the non-availability of a sensitive universal detector. In contrast the flame-ionisation detector, commonly used in gas chromatography (GC), is highly sensitive and exhibits a linear response over a wide range of sample sizes. Transport-flame ionisation detectors for HPLC have always looked promising, but have never been a commercial success. We may wait for ever if we want an HPLC detector with the simplicity, ease of operation and linearity of GC, and it may cause us to overlook an extremely useful, proven and versatile HPLC detector - the evaporative light-scattering or "mass" detector (ELSD). Principles With this instrument, the solvent emerging from the end of the column is evaporated in a stream of air in a heated chamber (see Figure 1); the solute does not evaporate, but is nebulized and passes in the form of minute droplets through a light beam, which is reflected and refracted. The amount of scattered light is measured and bears a relationship to the concentration of material that is eluting. The commercial detector based on this principle with which the author was first familiar was available at a cost comparable to that of other optical detectors from Applied Chromatography Systems (A.C.S.) Ltd, later taken over by Polymer Labs. Now, several different manufacturers produce excellent instruments, including Alltech and Sedere. There are no special wavelength requirements for the light source, and in some commercial instruments, it is simply a projector lamp. Such a detector can be considered to be universal in its applicability, in that it will respond to any solute that does not evaporate before passing through the light beam. The instrument gives excellent results under gradient elution conditions, and it is simple and rugged in use. The sensitivity is comparable to that of a refractive index detector, but the evaporative light-scattering detector is not affected by changes in the mobile phase or small variations in the room temperature or in the flow-rate of the mobile phase, as is the former. Figure 1. Schematic diagram of the ACS evaporative-light-scattering detector The latest generation of such instruments have much greater sensitivity and improved linearity. Some of these detectors have distinctive design features, and for example in the Cunow and Sedere detectors, the larger droplets in the spray from the nebulizer are condensed out before they reach the heater chamber. A consequence is reported to be a more uniform particle size and improved linearity. The Alltech detector has a laser light source and a photodiode detector instead of a photomultiplier tube. Thus, there is now a good choice of commercial instruments. Once the instrument has warmed up and is running, there is little base-line drift during continuous operation even with abrupt changes in solvent composition. Most organic solvents, including acetone and chloroform, for example, can be used, and these can contain up to 20% water and small amounts of ionic species even. The minimum detection limit is dependent to a certain extent on the nature of the mobile phase, the nature of the sample, and the specific instrument, but it is certainly less than one microgram. As with all detectors, there are disadvantages. A source of dry, filtered compressed air, that is capable of delivering 5 litres/min, is required and in practice, this means that an air compressor must be used; a standard cylinder of air or nitrogen is emptied in about 4 to 8 hours. The stream of air containing the evaporated solvent must be conducted to the outside of the laboratory or into a fume cupboard. Although the detector is destructive in that the sample is lost, it is possible to insert a stream splitter between the end of the column and the detector to divert much of the sample to a collection device. To my knowledge only one company offers a stream-splitter commercially, and then at a very high price. My own is home-made and consists merely of a low-dead-volume T-piece with narrow-bore (0.25 mm) HPLC tubing to the detector and wider-bore (1 mm) tubing to the collection vessel. I can add a tap to the outlet end if required. This is simple and apparently effective, but it would be helpful if instrument manufacturers would offer a more professional splitter as a standard item with their equipment. I used to receive more correspondence on this than on any other single topic in relation to the detector. When used in this way, the evaporative light-scattering detector is a splendid research tool, since samples can easily be collected for analysis by other means, e.g. for determination of fatty acid compositions by GC. A further advantage in research applications is that it is easy to make rapid adjustments, as is often required during method development, since changing the solvent has virtually no effect on the base line. Detector Response Many analysts appear to be deterred from using ELSDs because of the well-established fact that the response is not rectilinear for purely analytical applications. I find this attitude to be short sighted. The first requisite for any analysis is that the required compounds are adequately resolved. With an ELSD, we can use the whole range of solvent groups described by Snyder and colleagues [1] to optimise the selectivity of the mobile phase, and complex gradients can be used, if need be, to achieve the desired separation. With most other types of HPLC detector, we are restricted to a limited number of solvents and isocratic elution. Secondly, it is essential that we can monitor the separation. With UV detection at low wavelengths, for example, it is not at all easy to detect saturated lipids; there is no such problem with an ELSD. Having obtained and proved that we have a suitable separation, only then do we need to consider quantification. It is known that the detector response follows the equation: - where A is the peak area, and a and b are numerical constants, i.e. a plot of peak area against the log of sample concentration is linear and has the slope b. The value of b lies between 1 and 2, and appears to depend on the design of the specific detector, especially the nebulizer system. When the value of b is close to 1, there can be a useful linear range of 1 to 2 decades. Righezza and Guiochon [2] showed that the size distribution of solute droplets formed in the aerosol is variable and depends on the nature of the solvent (probably on the rate of vaporisation). This obviously has an effect on response. In addition, they found that the amount of scattered light depended strongly on the molar absorbtivity of the solute. Calibration In practice, this means that it is essential to calibrate the detector carefully for each analytical system. Once the conditions have been optimised for a particular separation, these must be kept constant while the calibration is carried out with lipid standards as similar as possible in nature to the samples for analysis. This is of course particularly important when absolute amounts of particular components must be determined. On the other hand, when relative proportions only of different lipids are required, as in molecular species analysis for example, small changes in the chromatographic conditions or in the nature of the fatty acid constituents of the lipids have little effect on calibration. I would not recommend an ELSD for quantitative analysis of simple fatty acid derivatives, such as methyl esters, because of their relatively high volatility, though this may be less of a problem with some commercial instruments than others. Lipid analysts have perhaps been spoiled by the ease of using the flame ionization detector in gas chromatography, and expect a perfect linear response in all circumstances. Most workers in other fields realise that careful calibration is an essential part of any analytical procedure, and that non-linear calibrations are not unusual. What the lipid analyst must consider is which detector is any better than an ELSD for his purpose. All alternatives are dependent on the nature of the lipid, some greatly so, and few can be used with gradients. Applications The first important applications to the analysis of lipids were published in the early 1980s, so this is now a mature technology. Two review articles on the use of the detector have appeared [3,4] and a comprehensive bibliography of applications is available on this website. To consider a few examples, one of the more important tasks for HPLC and lipids is the separation and quantification of the different lipid classes in tissues. Ideally, this should be accomplished on a small scale, e.g. 0.2 to 0.4 mg, and in as short a time as can conveniently be managed. I made use of the A.C.S. evaporative light-scattering detector with a ternary solvent delivery system and a short (5 x 100 mm) column, packed with SpherisorbTM silica gel (3 micron particles) for the purpose [5]. In selecting a mobile phase, the choice of solvents was constrained at first by the need for sufficient volatility for evaporation in the detector under conditions that do not cause evaporation of the solute, and by the necessity to avoid inorganic ions, which would not evaporate. Similar restrictions apply to detectors operating on the transport-flame ionization principle. It was necessary to use a complicated ternary-gradient elution system with eight programmed steps, starting with isooctane to separate the lipids of low polarity and ending with a solvent containing water to elute the phospholipids; a mobile phase of intermediate polarity was then needed to effect the transfer from one extreme to the other, and mixtures based on isopropanol gave satisfactory results. At the end of the analysis, a gradient in the reverse direction was generated to remove most of the bound water and to re-equilibrate the column prior to the next analysis. A relatively high flow-rate (2 mL/min) assisted the separation greatly. In later work [6], it was observed that much better resolution of the minor acidic components was obtained by adding small amounts of organic ions to the aqueous component of the eluent. The lifetime of the column was also greatly extended by this simple step. In practice, the optimum results were obtained with 0.5 to 1 mM serine buffered to pH 7.5 with triethylamine. In addition, hexane was used in place of isooctane in the mobile phase, in order to reduce the maximum operating pressure required. The nature of the separation achieved with a lipid extract from rat liver is shown in Figure 2. In spite of the abrupt changes in solvent composition at various points, little base-line disturbance is apparent, and each of the main simple lipid and phospholipid classes is clearly resolved in only 20 minutes. Only the highly acidic lipids, such as phosphatidic acid and to a lesser extent phosphatidyl-serine, do not give satisfactory peaks. There is no "solvent peak" at the start of the analysis, as is often seen with other detectors, and BHT added as an antioxidant evaporates with the solvent so does not interfere. After a further 10 minutes of elution to regenerate the column, the next sample can be analysed. While this work has been superseded by that of others in recent years, the principle has not changed. Figure 2. Separation of rat lipids by HPLC with evaporative light-scattering detection (CE = cholesterol esters, TG = triacylglycerols, C = cholesterol, PG, PE, PI, PC and SPH are various phospholipids). Another important application of HPLC in lipid analysis is to the separation of molecular species of lipids, especially triacylglycerols. For example, silver ion HPLC separates solely on the basis of the degree of unsaturation of the molecules has been used with the ELSD, and there is further information here. Much more use has been made of HPLC in the reversed phase mode in which separation depends on the combined chain-lengths and the number of double bonds in the fatty acid constituents (reviewed in some detail elsewhere [7] and briefly here). Very many different stationary phases of the octadecylsilyl type have been utilised, with acetonitrile and a modifier solvent such as acetone, dichloromethane or tetrahydrofuran as the mobile phase. With the evaporative light-scattering detector, the choice of the mobile phase has little effect on the response and gradients can be used, a feature that is especially important with such complex natural fats as fish oils or milk fat. Indeed with the latter, there may even be virtues in hydrogenating the sample prior to analysis so that resolution is based solely on chain-length and is not complicated by double bond effects. With such separations, there has also been some debate about the efficacy of the evaporative light-scattering detector in quantification. However, Herslof and Kindmark [8] obtained good reproducibility for the relative proportions of different molecular species in analyses of the triacylglycerols of soybean oil. When the technique is used in research with triacylglycerols differing widely in composition, the best approach to quantification consists in collecting fractions and adding an odd-chain fatty acid as an internal standard prior to transesterification and GC analysis, i.e. the technique long used with thin-layer chromatography. The fatty acid composition and the amount of each fraction are thereby obtained simultaneously. In summary then, if you expect the evaporative light-scattering detector in HPLC to be the equivalent of the flame-ionisation detector in GC, you will be disappointed. If you look for its virtues in terms of ease of use, universality and its capacity to handle any combination of solvents and gradients, you will find much to commend. For example, it can be used with all classes of lipid separations and it is highly flexible in that it can be rapidly changed from one mode of analysis to another (adsorption, reversed-phase, silver ion, etc.). It is my opinion that, when combined with a stream splitter, it is the most useful HPLC detector in its price range currently available to lipid analysts. The charged aerosol detector, which is new to the market, has the potential to change this view, but we must await further work [9]. Similarly, mass spectrometry is becoming more affordable as a detection/identification system, but it is still expensive and requires a high degree of technical skill to operate the instrument, not to mention interpretation of the data. References Rutan, S.C., Carr, P.W., Cheong, W.J., Park, J.H. and Snyder, L.R. Re-evaluation of the solvent triangle and comparison to solvatochromic scales of solvent strength and selectivity. J. Chromatogr. A, 463, 21-37 (1989).Righezza, M. and Guiochon, G. Effects of the nature of the solvent and solutes on the response of a light-scattering detector. J. Liqu. Chromatogr., 11, 1967-2004 (1988).Christie, W.W. Detectors for high-performance liquid chromatography of lipids with special reference to evaporative light-scattering detection. In: Advances in Lipid Methodology - One, pp. 239-271 (edited by W.W. Christie, Oily Press, Ayr) (1992).Moreau, R.A. and Christie, W.W. The impact of evaporative light-scattering detectors on lipid research. INFORM, 10, 471-478 (1999).Christie, W.W. Rapid separation and quantification of lipid classes by high performance liquid chromatography and mass (light-scattering) detection. J. Lipid Res., 26, 507-512 (1985).Christie, W.W. Separation of lipid classes by high-performance liquid chromatography with the 'mass detector'. J. Chromatogr. A, 361, 396-399 (1986).Nikolova-Damyanova, B. Reversed-phase high-performance liquid chromatography: general principles and application to the analysis of fatty acids and triacylglycerols. In: Advances in Lipid Methodology - Four, pp. 193-251 (edited by W.W. Christie, Oily Press, Dundee) (1997).Herslof, B. and Kindmark, G. HPLC of triacylglycerols with gradient elution and mass detection.Lipids, 20, 783-790 (1985). Moreau, R.A. The analysis of lipids via HPLC with a charged aerosol detector. Lipids, 41, 727-734 (2006). This article is based on two previous publications (Lipid Technology, 1, 23-25 (1989) and Lipid Technology, 5, 68-70 (1993)) (by kind permission of P.J. Barnes & Associates (The Oily Press Ltd)). When amalgamating the two, they were substantially updated. HPLC separation of lipid classes With the previously described techniques, the quantification of the separated lipid classes represent a serious drawback since each fraction may need a separate treatment. Considerable progress has been made to, simultaneously, separate by HPLC and quantify with an efficient and near universal detector, the evaporative light-scattering detector (LSD). The separation of the various simple and complex lipids present in natural extracts is easily managed through an isocratic or better with a gradient elution procedure. The non-specific LSD enables the quantification of non-polar and polar lipids in the same run. It is recommended to first separate the crude lipid extract in two or three fractions by low pressure chromatography and analyze the fractions by HPLC . Thus, lower complex gradients and analysis time will be required. Among several published procedures devoted to the separation of all lipid classes in one run, we have selected a simple and efficient procedure initially applied to the separation of lipid classes from plant lipids (Christie WW et al, J High Resol Chromatogr 1995, 18, 97). Apparatus: column: YMC PVA-Sil (250 x 4.6 mm, 3 µm from Hichrom), the phase is prepared by bonding a layer of polymerized vinyl alcohol to silica. Ternary HPLC pump Evaporative light-scattering detector Reagents: solvent A: isooctane/methyl tert-butyl ether (98/2, v/v) solvent B: isopropanol/acetonitrile/chloroform/acetic acid (84/8/8/0.025, v/v) solvent C: isopropanol/water/triethylamine (50/50/0.2, v/v) The author has replaced isooctane by isohexane for safety reasons but with similar results. Procedure: A ternary gradient was generated during 40 min with a flow rate of 1 ml/min followed by a 10 min reequilibration time. The optimum gradient is described below. Time (min)ABCFlow rate (ml/min)0100001580200115445241403452141.440.1307001.44510000250100002 SE: sterol esters, S: sterols, DAG: diacylglycerols, MGDG: monogalactosyldiglycerides, SG: sterol glycosides, CERE: cerebrosides, DGDG: digalactosyldiglycerides, PE: phosphatidylethanolamine, PI: phosphatidylinositol, PC: phosphatidylcholine The quantification of lipid compounds is made using appropriate standards, the relationships between sample size and response being dependent of the instrument used and the concentration ranges. An HPLC method with LSD detection was optimized and validated for the simultaneous quantitation of cholesteryl esters, triglycerides, cholesterol and phosphatidylcholine in human plasma. A silica Spherisorb column was used with a multistep gradient system. The calibrations were made at levels of 0.14-14 mg lipid/injection (Seppanen-Laakso T et al., J chromatogr B 2001, 754, 437). A reliable method was established to evaluate the lipid composition of plants. The procedure focused on the polar lipid distribution of rapeseed oil but was also applied to the estimation of waxes, triacylglycerols, and sterols (Beermann C et al., JAOCS 2003, 80, 747). The eluent system was modified from the method described above and the water eluent was supplemented with 1 mM ammonium sulfate to improve reproducibility. The gradient system was adapted to be suitable for the separation of major lipid classes of plant materials. A precise quantification was made on about 30 mg of total lipids using an evaporative light scattering detector.

HPLC Analysis of Vitamins

HPLC Analysis of Vitaminsin Tablets using HPLCAbstractFat-soluble vitamins, such as vitamins E, D, and A, and water-soluble vitamins, such as vitaminsC, B6, B2, B1, and B12, have been analyzed.Vitamins are biologically active compounds that act as controlling agents for an organism’snormal health and growth. The level of vitamins in food may be as low as a few micrograms per100 g. Vitamins often are accompanied by an excess of compounds with similar chemicalproperties. Thus not only quantification but also identification is mandatory for the detection ofvitamins in food. Vitamins generally are labile compounds that should not exposed to hightemperatures, light, or oxygen. HPLC separates and detects these compounds at roomtemperature and blocks oxygen and light.1 Through the use of spectral information, UV-visiblediode-array detection yields qualitative as well as quantitative data. Another highly sensitive andselective HPLC method for detecting vitamins is electrochemical detection.0 2 4 6 8 10 12Norm050010001500Citric acidStandardB1 B6Pantothenic acidB12BiotinRiboflavinFolic acid, diCaVitamintabletSaccharinTime [min]Column 100 ˘ 4 mm Hypersil BDS, 3 μmMobile phaseA= water with pH = 2.1 (H2SO4) = 99%B = ACN + 10% A = 1 %Gradientat 3.5 min 1% B; at 11 min 25% Bat 19 min 90% BPost time 6 minFlow rate 0.5 ml/minColumn compartment 30 ºCInjection vol 2–5 μlDetectorUV-DAD detection wavelength 220/30 nm,reference wavelength 400/100 nmSample preparationFiltrationConditionsAngelikaGratzfeld-HuesgenFoodFigure 1Analysis of water-soluble vitamins in a vitamin tabletAgilent TechnologiesInnovating the HP WaySample preparationDifferent food matrices require different extraction procedures.1 Forsimple matrices, such as vitamin tablets, water-soluble vitamins canbe extracted with water in an ultrasonic bath after homogenization ofthe food sample.Chromatographic conditionsThe HPLC method presented here was used to analysis vitamins in avitamin drink.HPLC method performanceLimit of detection

جستجوی آسان و سریع در ویندوز

یکی از قسمت هایی که در ظاهر در ویندوز 7 تغییر نکرده، قسمت جستجو هست که پس از خواندن این مقاله متوجه تغییر عمده در آن شدم. در این مطلب 5 ویژگی گنجانده شده در قسمت جستجوی ویندوز 7 را بررسی و معرفی می کنیم. 1. جستجو در همه پنجره ها قسمت جستجوی در ویندوز 7 ، همانند ویندوز ویستا در سمت راست پنجره ها قرار دارد و این امر سبب دسترسی بسیار راحت به قسمت جستجو ویندوز می شود. شما در جستجوی خود ممکن است مسیر هایی از فایل مورد نظر را بدانید. برای این منظور در صورتی که به پوشه مربوطه بروید جستجوی شما بسیار سریع تر خواهد شد. 2. استفاده از کاراکتر های (*) و (؟) شما می توانید در جستجوی خود با استفاده از یک کلمه و کاراکتر های خاص، مورد جستجوی خودتان را گشترش دهید. نمی دانم درست گفتم یا نه ولی برای فهم بیشتر این موضوع به جدول زیر توجه کنید. (*)نشان دهنده واژگانی که می توانند برای جستجو قرار بگیرندWindows * Back-up —–> Windows Vista Backup, Windows XP Back-up, Windows 8 Backup, Windows ME Backup*ology —–> histology, biology, geology, physiology (?)نشان دهنده تنها یک واژه مجاز که در جستجو قرار بگیردWindows ?? Back-up —–> Windows XP Backup, Windows ME Backup??ology —–> biology, geology در علامت (*) هر تعداد واژه مجود و مجاز مورد جستجو قرار می گیرد ولی در (؟) به ازای تعداد کاراکتر علامت سوال واژگان مناسب مورد جستجو قرار میگیرد. 3.قرار دادن فیلتر برای جستجو این قابلیت به کاربران اجازه جستجو فایل ها با جزئیات بیشتر از قبیل سایز فایل، تاریخ و … را می دهد. همچنین شما می توانید با استفاده از فیلترها به جستجوی دقیق تر بپردازید، مثلا در مورد فایل های MP3 شما می توانید فایل ها را با فیلتر های Artist و Album و … جستجو کنید. به عنوان مثال شما برای جستجوی فایل های صوتی با ژانر جاز می توانید در عبارت genre:jazz را حستجو کنید. برای یافتن لیست کامل از عبارات می توانید به این آدرس مراجعه کنید. همچنین با استفاده از اپراتور های AND ، OR و NOT میتوانید به جستجوی دقیق تر بپردازید. اپراتورعملکردنمونهANDنتیجه جتسجو هر دو عبارت می باشد.car AND race —–> car in a race, race carORنتیجه جتسجو یکی از عبارات می باشد.car OR race —–> car in race, car, race, race carNOTنتایج جستجو عبارت دومی را شامل نمیشود.*car NOT race —–> car, sportscar (”)نتایج جستجو باید شامل واژه دقیق مشخص شده باشد“car” —–. car, car in race 4. مشاهده فایل قبل از باز کردن شما در جستجوی خود، در ویندوز 7 می توانید، نتایج فایل های متنی و عکس ها را قبل از باز کردن آنها مشاهده کنید. به عنوان مثال در جستجوی پرونده خاصی با استفاده از فیلتر kind:docs می توانید فایا های جستجو شده را قبل از باز کردن، مشاهده و از محتوایات آنها با خبر شوید. این کار در سرعت جستجوی شما تاثیر بسزایی دارد. 5. دسته بندی نتایج جستجو پس از پایان جستجو در ویندوز 7، شما می توانید نتایج جستجو را به صورت را به صورت ( Name, Tag, Date, Siza و … ) دسته بندی کنید. برای این منظور در صفحه کلیک راست کرده و پس از انتخاب گزینه Group By یکی از گزینه ها را انتخاب می کنید. همچنین برای اینتخاب گزینه های بیشتر می توانید بر روی More کلیک کنید.

شناخت و کنترل Spyware

Spyware چیست؟Spyware یک نام کلی برای برنامه هایی است که رفتارهای مشخص انجام می دهند مثل نمایش آگهی های تبلیعاتی، جمع آوری اطلاعات شخصی یا تغییر تنظیمات کامپیوتر شما که معمولا" بدون کسب مجوز اجرا می شوند. ممکن است نرم افزارهای ناخواسته یا Spyware در کامپیوتر خود داشته باشید اگر: تبلیغاتی را می بینید که به صورت POPUP باز می شوند حتی زمانی که به اینترنت متصل نیستید.صفحه ای که به محض بازشدن اینترنت اکسپلورر باز می شود (صفحه پیش فرض IE شما) یا تغییر تنظیمات مرورگر اینترنت بدون اطلاع شما تغییر پیدا کرده است.یک Tool bar جدید که شما قصد نصب آن را نداشتید درExplorer دیده می شود و خلاص شدن از آن راحت نیست و پس از پاک کردن یا حذف آن دوباره مشاهده می شود.کامپیوتر شما برای تمام کردن و اجرا یک عمل بیشتر از سابق وقت صرف می کند.Spyware اغلب از طریق نرم افزارهایی منتقل می شود که آگهی های تبلیغاتی را نمایش می دهند یا نرم افزارهایی که اطلاعات حساس یا شخصی شما را ردیابی می کنند. البته این به معنی این نیست که هر آگهی تبلیغاتی یا هر نرم افزاری مخرب است.مثلا" شما برای دریافت فایل های موسیقی در یک سایت فرم ثبت نام را پر می کنید اما برای دریافت سرویس های مختلف این سایت مجبور به دریافت آگهی های تبلیغاتی نیز هستید اگر موقع نصب با کلیه موارد توافق کنید پس باید توجه داشته باشید که امکان حضور آگهی هم در کامپیوتر شما وجود دارد و شما اجازه داده اید. که آن سایت فعالیت های شما را زمانی که در اینترنت هستید پیگیری کند.شناخت و کنترل Spywareنوع دیگر برنامه های ناخواسته آنهایی هستند که تغییراتی روی کامپیوتر شما ایجاد می کنند که باعث کند شدن ،خراب و restart شدن سیستم می شود. این برنامه ها می توانند صفحه اول یا پیش فرض Internet Explorer کامپیوتر شما را تغییر بدهند و یا ابزارهای مختلف در جستجوگر کامپیوتر شما اضافه کنند که شما اصلا" تمایلی به نصب آنها نداشته اید. این برنامه ها اغلب به گونه ای نصب می شوندو یا تغییراتی ایجاد می کنند که برگرداندن کامپیوتربه حالت قبلی یا به حالت اصلی سیستم گاهی غیر ممکن می شود این نوع برنامه های نا خواسته هم Spyware نامیده می شوند. نکته اصلی در همه این موارد این است که شما یا کسی که با کامپیوتر شما کار می کند دانسته یا ندانسته برای نصب چنین برنامه های موافقت خود را اعلام می کنید.یکی از روشهای آلوده شدن به Spyware، نصب همزمان آن با برنامه های دیگری است که شما واقعا" قصد نصب آنها را دارید،مثل برنامه های به اشتراک گذاری فیلم یاموسیقی هرزمان که برنامه ای را نصب می کنید مطمئن باشید که تمام موافقت نامه های مرتبط و همچنین مستندات آن نرم افزار را به دقت مطالعه کرده اید. نشانه های Spyware اگر هر یک از موارد زیر را در کامپیوتر مشاهده کردید احتمال وجود Spyware یا دیگر برنامه های ناخواسته ُنصب شده وجود دارد.▪ مشاهده آگهی های تبلیغاتی در تمام مدت بعضی از برنامه هاشما را با آگهی های تبلیغاتی بمباران می کنند که اصلا" ربطی به سایت هائی که شما در حال مشاهده آن هستید ندارد و بصورت POPUP دائما" روی صفحه مونیتور باز می شوند اگر به محض متصل شدن به اینترنت POPUP های متعدد می بینید به احتمال بسیار زیاد آلوده به Spyware هستید.تنظیمات کامپیوتر شما تغییر کرده و نمی توانید آن را به حالت اولیه برگردانید.بعضی از برنامه های ناخواسته قابلیت تغییر پارامترهای کامپیوتر شما را دارند به این معنی که می توانند صفحه home page شما را به صورت پیش فرض روی لینک خاصی قرار داده اید تغییر دهد و یا اگر بخواهید Search انجام دهید صفحه ای را مشاهده می کنید که قبلا" ندیده بودید و گاهی ممکن است متوجه شوید که تغییراتی که در کامپیوتر داده اید ثبت نشده و مجددا" با شرایط قبلی کار می کند.مرورگر اینترنت شما حاوی ابزارهایی است که شما هیچ گاه نصب نکرده اید.Spyware می تواند در مرورگر اینترنت شما Tool bar های مختلفی ایجاد کند حتی اگر بخواهید این Tool bar را حذف کنید ممکن است موفق نشوید.بعضی از Spyware ها در ظاهر کار بخصوصی انجام نمی دهند ولی تمام فعالیت های خود را پنهانی انجام می دهند و تنها چیزی که شما را مشکوک می کند کندی بیش ازحد معمول، مشغول بودن CPU، مراجعه بی دلیل به دیسک سخت، و یا خرابی در اجرای یک برنامه خاص که قبلا" بدون اشکال انجام می شد است که حاکی از وجود Spyware و فعالیت آن در پشت صحنه ُفعالیتهای کامپیوتر شماست.▪ چگونه از شر Spyware خلاص شوید:http://www.sgnec.net/admin/images/arts/gator.gifبسیاری از برنامه های نا خواسته مثل Spyware ها به گونه ای طراحی شده اند که به آسانی پاک نشود. اگر بخواهید آنها را مثل برنامه های دیگر پاک کنید بعد از روشن شدن مجدد کامپیوتر برنامه دوباره ظاهر می شود. اگر برای پاک کردن نرم افزارهای نا خواسته دچار مشکل هستید ممکن است نیاز به ابزاری داشته باشید که باید از اینترنت دریافت کنید. بسیاری از شرکت های کامپیوتری برنامه های مجانی و یا بسیار ارزان پیشنهاد می دهند که کامپیوتر شما را چک می کنند و برنامه های خراب یا Spyware را پاک می کند.بعضی از ISP ها نرم افزارهای ضد Spyware در بسته بندی های نرم افزاری خود ارائه می کنند. اگر ISP شما ابزار خاصی ارائه نمی کند برنامه های مختلف را بررسی کنید و یا از دوستان و آشنایان مورد اعتماد در خصوص برنامه هایی که آنها استفاده می کنند سوال کنید. البته بعد از نصب ضد Spyware اغلب نرم افزار های بدون پول دریافت شده از اینترنت شما کار نخواهد کرد.  از بین بردن Spyware۱) یکی از ابزارهای مجانی که در این لیست به آن اشاره شده را اجرا کنید Lavasoft Ad Aware یا Spybot Search & Destroy ۲) از این ابزار برای اسکن کامپیوتر خود استفاده کنید تا تمام Spyware ها یا برنامه های ناخواسته را پاک کنید۳) فایلهای خراب یا برنامه های مخرب پیدا شده را بررسی و بازرسی کنید۴) فایلهای مشکوک رابرای پاک کردن علامت گذاری کنید و ازهمان ابزارها برای پاک کردن آنها استفاده کنید جلوگیری از Spyware Spyware ها وارد حریم خصوصی کامپیوتر شما شده و شما را با POP-UP های مختلف بمباران می کنند و باعث کم شدن سرعت و یا حتی خراب شدن کامپیوتر شما می شود. در زیر به چند روش جلوگیری از خطرات Spyware اشاره شده است.۱) نرم افزار خود را به روز آوری کنید:اگر از ویندوز XP استفاده می کنید یک روش جلوگیری از وجود خطرات Spyware اطمینان از به روز بودن تمام نرم افزار است ابتدا از طریق Windows Update مطمئن باشید که تمام اصلاحیه های ویندوز را دریافت کرده اید و وضعیت اتوماتیک به روزآوری اصلاحیه ها را انتخاب کنید.۲) تنظیم کردن پارامترهای مرورگر اینترنت:قسمت امنیتی Internet Explorer را به گونه ای تنظیم کنید که نحوه دریافت و مقدار دسترسی به اینترنت را به خوبی کنترل کند. اگر از ویندوز XP یا SP۲ استفاده کنید مرورگر اینترنت شما به اندازه کافی در مقابل Spyware محافظت شده است.برای بررسی وضعیت فعلی امنیتی مرورگر اینترنت خود Option های IE بررسی کنید.۳) از یک فایر وال استفاده کنید: با توجه به اینکه اغلب Spyware ها به همراه برنامه های مورد نیاز شما نصب می شوند نصب یک دیواره آتش ضروری است. این عمل باعث می شوند هکر ها نتواند به راحتی در سیستم شما نفوذ کنند. برای دریافت دیواره آتش خوب می توانید از لینک زیر استفاده کنید :http://www.sgnec.net/Trustix.asp#PF۴) دریافت فایلهایی که به سلامت آنها مطمئن هستید:برای محافظت مناسب از کامپیوتر خود را مقابل Spyware رعایت چند نکته ضروری است:برنامه هایی را که مایل به download هستید فقط از سایت هایی مطمئن بگیریدتمام اخطارهای امنیتی وتوافق های مربوط به مجوز شرایط اختصاصی سازی نرم افزاری را که نصب می کنید به دقت بخوانیدبرای بستن یک پنجره که باز شده هیچگاه کلید های "OK" و یا "Agree" را نزنید بلکه علامت X قرمز رنگ را بزنید.تا آنجا که امکان دارد از نصب برنامه های به اشتراک گذاری موسیقی و فیلم مجانی خوداری کنید مگر اینکه مطمئن باشید تمام اطلاعات لازم نصب نرم افزار را می دانید.

ساختن e-mail (پست الکترونیکی)

ساختن ایمیل یا پست الکترونیک بر روی اینترنت بسیار ساده است. سایت های زیادی وجود دارند که به شما امکانات یک صندوق الکترونیک رایگان را می دهند این مطب شما را راهنمایی می کند. گرفتن mail از سایت Yahoo...برای گرفتن یک mail از سایت Yahoo ابتدا وارد سایت Yahoo به آدرس اینترنتی www.yahoo.comدر صفحه اول یاهو و در قسمت Personal Assistant در گوشه چپ بالای صفحه گزینه Sign up را انتخاب و وارد صفه بعد میشویم(اگر قبلاً در یاهو ID داشته اید و می خواهید یک ID جدید بگیرید در قسمت Personal Assistant گزینه Sign out را کلیک کنید) در این صفحه سه بخش وجود دارد که بخش اول یعنی Free Yahoo! Mail به کار ما می آید و برای گرفتن میل در دوبخش دیگر که امکاناتبیشتر دارد باید پول پرداخت کرد. در بخش اول در زیر عبارت Free Yahoo! Mail گزینه Sign up now را کلیک می کنیم و وارد صفحه بعد می شویم در این صفحه باید این فرم را به طور کامل پر کرده و برای ثبت در یاهو ارسال کنیمنحوه پر کردن فرم...emailدر مقابل عبارت Yahoo! ID: نامی برای ای-میل مان در نظر می گیریم توجه داشته باشید که در این قسمت مجازید از زیر خط و تمامی حروف لاتین و اعداد استفاده کنید که بهتر است از اعداد برای کمتر شدن احتمال تکراری بودن ID استفاده کنید و در ضمن لازم نیست عبارت @yahoo.com را بنویسید چون به طور خودکار به ID شما اضافه خواهد شد.در قسمت Password یک کلمه رمز حداقل 6 حرفی انتخاب می کنیم و در قسمت Re-type Password دوباره آن را تایپ میکنیمدر قسمت Security Qustion یک سوال پیش فرض را انتخاب کرده و در قسمت Your Answer جواب آن را می دهیم این قسمت برای زمانی مفید خواهد بود که کلمه رمز خود را فراموش کرده باشیمدر قسمت Birthday تاریخ تولد را به ترتیب ماه روز و سال میلادی وارد میکنیمدر قسمت Current Email (Optinal) اگر قبلاً در یاهو ای-میل داشته ایم آدرس آن را می نویسیم که این گزینه اختیاری است می توانید آن را خالی بگذاریددر قسمت First Name نام و در قسمت Last Name نام خوانوادگی مان را تایپ میکنیم و در قسمت Language & Content زبان و منطقه را انتخاب می کنیمدر قسمت Zip/Postal Code کد پستی و در قسمت Gender جنسیت را انتخاب میکنیم ( مذکر=Male و موئنث=Female )در قسمت Industry حرفه ای که به آن مسفول هستید را انتخاب می کنیدو در آخر یک کلمه به تو غیر واضح نمایش داده شده و در صورتی که قادر به خواندن آن هستید آن را در مربع بالای شکل تایپ می کنیدحال با کلیک بر روی دکمه Submit This Form فرم پر شده را برای یاهو ارسال می کنیمگرفتن mail از سایت msn...برای گرفتن mail از سایت msn ابتدا باید وارد سایت msn به آدرس اینترنتی www.msn.com در صفحه اول msn در قسمت بالای صفحه در قسمت لینک ها با کلیک بر روی لینک hotmail وارد صفحه hotmail می شویم در این صفحه با انتخاب سربرگ New Account Sign up فرم ثبت در msn نمایش داده میشود که آن را پر کرده و برای msn ارسال میکنیمنحوه پر کردن فرم...پر کردن این فرم نیز مانند فرم یاهو با اندکی تفاوت است که آن را پر کرده برای msn ارسال میکنیم.استفاده از Outlook Express...با کلیک بر روی آیکون Outlook Express در Desktop و اجرای برنامه در صفحه اول و در قسمت E-mail بر روی گزینه Set up a mail account… کلیک می کنیم و در صفحه ای که باز می شود در مقابل عبارت Display Name نام و نام خانوادگی خود را تایپ می کنیم در صفحه بعد در مقابل عبارت E-mail address با تایپ آدرس ای-میل وارد صفحه بعد می شویم (با این پیش فرض که شما قبلاً یک ای-میل (ID) در سایت msn داشته اید) در این صفحه با کلیک کردن دکمه Next به صفحه بعد می رویم در این صفحه در مقابل عبارت Account name آدرس ID خود را مشاهده می کنید و در مقابل عبارت Password رمزی را که ساختن ای-میل در سایت msn داده اید تایپ می کنید و بهتر است عبارت Remember password را فعال بگذارید و با کلیک کردن Next و Finish در صفحه بعد از برنامه Outlook Express استفاده کنید.